Biochimie structurale/Régulation des enzymes/Contrôle allostérique
Le contrôle allostérique fait référence à un type de régulation enzymatique impliquant la liaison d’une molécule non-substrat, appelée effecteur allostérique, à des endroits de l’enzyme autres que le site actif. Le nom « allo » signifie autre et « stérique » fait référence à une position dans un certain espace. En d’autres termes, allostérique signifie « à un autre endroit ». Un site allostérique est un site sur lequel une petite molécule régulatrice interagit avec une enzyme pour inhiber ou activer cette enzyme spécifique ; ce qui est différent du site actif où se produit l’activité catalytique. La liaison de l’effecteur allostérique est en général non covalente et réversible. Cette interaction modifie donc la forme de l’enzyme qui, à son tour, modifie la forme du site actif. Ce changement de conformation va inhiber ou renforcer la catalyse d’une réaction. Ainsi, le contrôle allostérique permet à la cellule de réguler rapidement les substances nécessaires par inhibition et ou amélioration.
ATCaseEdit
The enzyme aspartate transcarbamoylase (ATCase) is an allosteric enzyme that catalyzes the first step in the synthesis of pyrimidines.
StructureEdit
ATCase is made of six regulatory subunits and six catalytic subunits. The 3 regulatory subunits (r) are dimers made of 2 chains of 17 kd each. The smaller of the two, the regulatory subunit can bind to CTP and thus shows no catalytic activity. The 2 catalytic subunits (c) are trimers consisting of 3 chains, each 34 kd. The catalytic subunit is unresponsive to CTP thus does not follow a sigmoidal behavior.
- The quaternary structure of ATCase is composed of the two catalytic trimers stacked one on top of another. L’effet inhibiteur du CTP, l’action stimulante de l’ATP et la liaison coopérative des sous-unités sont tous accompagnés de grands changements dans la structure quaternaire de l’ATCase.
- Chaque chaîne r de chaque la sous-unité régulatrice se lie avec une chaîne c du trimère catalytique. La région de contact sur entre la chaîne r et la chaîne c est stabilisée par un domaine de zinc lié aux résidus histidine de la chaîne r. Toutes les chaînes c ont un contact avec la sous-unité régulatrice.
Les sous-unités catalytiques et régulatrices peuvent être séparées en ajoutant d’abord un composé mercuriel, puis par ultracentrifugation. Les composés mercuriels rompent la connexion car ils déplacent l’ion Zinc, déstabilisant le domaine de la sous-unité r. La réaction ne suit pas un comportement de Michaelis-Menten, mais produit une courbe sigmoïdale en raison des changements de réponse de la concentration du substrat via la régulation par d’autres molécules et des changements de la probabilité de liaison. L’ajout de plus de substrat a deux effets : augmenter la probabilité que l’enzyme se lie à plus d’une molécule de substrat tout en augmentant la quantité moyenne de substrats liés à chaque enzyme. Plus de substrat favorise finalement l’état R de l’ATCase puisque l’équilibre dépend du nombre de sites actifs qui sont occupés par le substrat ce qui est complètement opposé au comportement de Michaelis-Menten.
CinétiqueEdit
Les enzymes allostériques présentent une cinétique sigmoïdale plutôt qu’une cinétique de Michaelis-.Menton. Cela est dû au fait que l’enzyme oscille entre deux états conformationnels distincts, un peu comme l’hémoglobine.
- L’état T est caractérisé par une faible affinité pour le substrat et une faible activité catalytique.
- Dans la conformation de l’état R, il y a une séparation de 12Å entre les trimères catalytiques, et une rotation d’environ 10° autour de l’axe central. Il y a aussi une rotation d’environ 15° des sous-unités régulatrices. La conformation de l’état R est caractérisée par une augmentation de la concentration de substrat augmentant simultanément la réactivité de l’ATCase en préparation de la voie enzymatique de production de CTP.
Activation allostériqueEdit
Lors de la liaison du substrat au site actif situé au niveau de la poche entre les chaînes c dans le trimère, l’ATCase a une plus grande probabilité de passer à l’état R en raison de la liaison du substrat qui stabilise l’état R. La liaison des substrats déplace l’équilibre davantage vers l’état R en augmentant la probabilité
que chaque enzyme se lie et en augmentant le nombre moyen de substrats liés (coopérativité).
L’ATP peut également se lier au site régulateur de l’ATCase, mais l’ATP n’inhibe pas l’activité de l’ATCase en fait l’ATP augmente l’activité de l’ATCase. Ainsi, à des niveaux élevés d’ATP, l’ATP peut agir comme un concurrent, pour le site de régulation, contre le CTP. L’activité de l’ATCase peut donc augmenter avec une concentration accrue d’ATP. Cette augmentation de l’activité peut avoir des explications physiologiques potentielles. Une concentration élevée d’ATP signifie qu’il y a une concentration élevée de nucléotides puriques, donc l’augmentation de l’activité de l’ATCase augmentera la concentration de pyrimidines. Ainsi, la concentration de purines et de pyrimidines sera plus équilibrée. De plus, avoir beaucoup d’ATP dans la cellule signifie avoir de l’énergie pour des processus tels que la synthèse de l’ARNm et aussi la réplication de l’ADN, donc l’ATCase peut augmenter les quantités de pyrimidines qui peuvent alors être utilisées dans ces processus.
PALAEdit
En présence de N-(phosphonacetyl)-L-asparate (PALA), un analogue de bisubstrat qui ressemble au substrat intermédiaire sur la voie enzymatique, PALA inhibe l’ATCase qui se lie aux sites actifs. L’inhibition a cependant révélé le changement de la structure quaternaire lors de la liaison de PALA. Deux trimères catalytiques sont isolés dans leurs états T et R respectifs. Cette inhibition n’est pas allostérique, mais au contraire, introduit les sous-unités catalytiques qui sont responsables de l’inhibition allostérique de cette voie complète d’inhibition par rétroaction.
État T vs état RL’état T est connu pour crisper la molécule ce qui augmente la quantité de substrat nécessaire pour se lier à l’enzyme à 1/2 Vmax (Km). L’état T est moins actif et est favorisé par la liaison du CTP. L’effet du CTP est que l’état T se stabilise. Cela signifie qu’il est plus difficile de convertir l’enzyme à l’état R. D’autre part, l’état R est connu pour être plus détendu et diminue le Km. Lorsque la concentration du substrat augmente, l’équilibre passe de l’état T à l’état R. À l’état R, la molécule est plus active, ce qui signifie que la fixation du substrat est favorisée. L’effet de l’ATP sur l’état R est qu’il est stabilisé, ce qui facilite la fixation des substrats.
Effets homotropes — effets du substrat sur les enzymes allostériques.
Effets hétérotropes —Les effets des molécules non substrats sur les enzymes allostériques comme le CTP et l’ATP sur l’ATCase
Inhibition allostériqueEdit
Triphosphate de cytidine (CTP), le produit final de l’ATCase, agit comme un régulateur allostérique. Le carbamoyl phosphate et l’aspartate se condensent en un intermédiaire N-carbamoylaspartate qui forme ensuite le CTP. Le CTP se lie à la chaîne r de la sous-unité de régulation qui n’est pas en contact avec les chaînes c. La liaison du CTP stabilise l’état T et diminue l’affinité du substrat. Même si le site de liaison de la sous-unité régulatrice est éloigné de la sous-unité catalytique, la liaison entraîne des modifications structurelles quaternaires qui favorisent la stabilisation de l’état T et l’inhibition. Ainsi, elle entraîne le déplacement de la courbe sigmoïdale vers la droite. La réaction se produira rapidement à une faible concentration de , mais à des concentrations plus élevées, le CTP agira comme un inhibiteur de l’ATCase par des sites régulateurs ou allostériques, et non par des sites actifs. Il s’agit d’un exemple de rétroaction négative, où le résultat final met fin à la réaction de départ. L’inhibition par rétroaction du CTP sur l’ATCase peut être inversée par l’ATP.
Effets hétérotropes — effets des molécules non-substrats sur l’enzyme
CoopérativitéEdit
Le taux de formation du produit N-carbamoylaspartate augmente lorsque la concentration d’Aspartate augmente. Comme il a un caractère coopératif, vous pouvez voir que sa courbe a la caractéristique sigmodale qui signifie que la liaison du substrat sur un site des molécules augmente l’affinité des autres substrats à se lier aux autres sites de liaison des molécules. La courbe sigmodale de l’ATCase incorpore un mélange de deux courbes de Michaelis-Menten : une avec une valeur élevée de KM (représentée par l’état T), l’autre avec une valeur faible de KM (représentée par l’état R). La liaison d’un substrat à une sous-unité et l’altération consécutive de toutes les autres sous-unités est appelée coopérativité. Dans la coopérativité, la liaison sur un site augmente ou diminue la liaison sur un autre site de l’enzyme. Ceci est dû aux changements de conformation des résidus des sous-unités voisines qui affectent le changement de forme de l’autre sous-unité catalytique. Ce processus est analogue à la façon dont l’hémoglobine lie de manière coopérative les molécules d’oxygène.
MécanismeEdit
L’enzyme possède deux sites actifs. L’un est pour le substrat et l’autre pour l’activateur allostérique qui se trouve sur le site régulateur. Le site actif de l’enzyme ne peut pas fixer le substrat lorsque les activateurs allostériques ne sont pas liés au site régulateur. En revanche, si l’activateur allostérique se lie à l’enzyme, la forme du site actif, il permet au substrat de se lier permettant ainsi la production de produits. L’enzyme restera active jusqu’à ce que l’activateur allostérique quitte l’enzyme.